Хартия

  • Пълен член
  • Цифри и данни
  • Препратки
  • Цитати
  • Метрика
  • Лицензиране
  • Препечатки и разрешения
  • PDF

Резюме

Това проучване оценява ефекта на продукта от прополис (LLOS) върху приема на фуражи, сухото вещество (DM) и хранителните вещества върху общата смилаемост, характеристиките на търбуха и микробната ефективност при биволи, хранени с диета на основата на груби фуражи (70% сено от Cynodon spp и 30% концентрат). Използвайки 4 × 4 латински квадрат, четири кръстосани биволи (Murrah x Jafarabadi) бикове (519,0 ± 13,0 kg телесно тегло - BW), бяха хранени с четири процедури с три концентрации на LLOS: Контрол (без LLOS), LLOS B3 + (0,272 mg/g еквиваленти на флавоноиден хризин), LLOS C1 (0,092 mg/g еквиваленти на флавоноиден хризин) и LLOS C1 + (0,184 mg/g еквиваленти на флавоноиден хризин). Диетичният състав е 60% общо смилаемо хранително вещество (TDN) и 11% суров протеин (CP). Не се наблюдава разлика в приема на DM сред експериментални диети (P> 0,05). Бичовете, хранени с LLOS C1, са имали по-голямо (P 0,05) наблюдавано за амонячен азот (N-NH3), скорост на преминаване на твърди и течни и микробна ефективност сред леченията. В това проучване LLOS C1 подобри ефективността на фуражната диета при биволиците.

пълна

Въведение

Бъфало (Bubalus bubalis) Програмите за хранене се основават предимно на диета с високо съдържание на груба храна. Valadares Filho и Pina (2006) предполагат, че животните, хранени с диета, базирана на фураж, увеличават ферментацията на търбуха и скоростта на производство на H2 и формиат, които са прекурсори на метан. Животните, хранени с високи фуражни дажби, могат да отделят 13% от диетичната енергия като метан (Lana и др., 1998). Йонофорът е използван като промотор, който повишава ефективността на фуража и предизвиква промени във ферментационните форми на търбуха, които водят до намаляване на производството на метан. Използването на прополис като алтернатива на йонофорите за диети при преживни животни е предложено от Oliveira и др. (2006) и Stradiotti Jr. и др. (2004). Лу и др. (2004) и Ян и др. (2007) предполагат предимства на антимикробните свойства на прополиса, специално срещу Грам-положителни бактерии. Понастоящем регламентите на Европейския съюз ограничават употребата на йонофори в диетата на животните, но прополисът може да се използва, за да отговори на тези изисквания на пазара на мляко и месо. Доскоро обаче публикуваните изследвания в Бразилия не показват стандартна концентрация на прополис, която може да се използва при диета за животни, нито концентрацията на алкохол, която да се използва при екстракцията на активните съединения, и дозата прополис, която да се използва в храната за животни . По този начин има разлики в резултатите от един експеримент към друг.

За да се стандартизира продукт, направен от прополис, се произвежда сух екстракт от прополис LLOS * (PI 0605768-3) и се добавя към диетите с биволи. Техника за хроматография с високоефективни (HPLC) количествени фенолни съединения с антимикробна активност (Prado, 2005) и с антиоксидантна активност (Cottica и др., 2011). Прадо и др. (2010b) предишно проучване тества прополисови продукти в биволска диета, като най-обещаващи са LLOS C1 (концентрация на прополис C и алкохолно съдържание 1), последвано от LLOS B3 (концентрация на прополис B и алкохолно съдържание 3). Следователно целта на това проучване е да се оцени ефектът от продукта LLOS с отчетливи концентрации на прополис; LLOS B3 +, LLOS C1, LLOS C1 + в дажбата на биволиците, консумиращи Cynodon spp. базирана дажба според употребата на хранителни вещества и кинетиката на смилаемост.

Материали и методи

Четири кръстосани биволски стомани (Murrah x Jafarabadi), 519,0 ± 13,0 kg телесно тегло (BW), снабдени с канюла от рубци, бяха използвани в 4 × 4 латино-квадратен дизайн с четири обработки и четири периода от 29 дни. Животните се държат в отделни сергии с бетонни подове, индивидуална хранилка и водоснабдяване. Животните са обгрижвани съгласно указанията на местния комитет по животните към Universidade Estadual de Maringá, щат Парана, Бразилия.

Биволите са били хранени със 70% Кинодон ssp сено и 30% концентрирана диета с 60% общо смилаемо хранително вещество (TDN) и 11% суров протеин (CP) (Таблица 1). Разграниченията между експерименталните диети бяха включването или не на добавки (прополисови продукти - LLOS): Контрол (без LLOS); LLOS C1; LLOS C1 +; LLOS B3 +. LLOS се различава в концентрацията на прополис (B и C, между 5.0% и 30.0% (w/v) и водно-алкохолни разтвори (1 и 3, между 60.0% и 93.8% (v/v)), използвани за екстракция на фенолния LLOS C1 + е два пъти LLOS C1 концентрация на фенолни съединения; и LLOS B3 + е два пъти LLOS B3 концентрация на фенолни съединения.

Публикувано онлайн:

Таблица 1 Състав и химичен анализ на диетата.

Екстрактът от прополис, приготвен съгласно методологията, разработена от Franco и Bueno (1999), се филтрира под вакуум и се кохолизира в ротационен изпарител (Buchi, модел RT 210) до границата от 15% етанол. След това те бяха изсушени чрез лиофилизация. Прополисните проби са получени от пчелина, който се намира в резерват от евкалипт (Eucalyptus sp.), заобиколен от местна гора, с присъствието на алекрим-до-кампо (Baccharis dracunculifolia). Повече информация за метода на приготвяне, концентрациите на прополис и разтворител са защитени от патент в Националния институт по индустриална собственост (INPI) под номер PI 0605768-3.

За да създадем стандартна доза от прополисов продукт LLOS (екстракт + помощно вещество) в този експеримент, ние произведохме сух екстракт от прополис (C1 и B3). Двата сухи екстракта от прополис бяха оценени чрез високоефективна течна хроматография (Alliance HPLC-PDA система, Waters Co., Mildford, MA, USA) и техните количествени оценки и химичен състав са показани в Таблица 2.

Публикувано онлайн:

Таблица 2 Химичен състав на екстракт от прополис.

Общата дажба се осигуряваше два пъти дневно на две равни порции, в 8.00 ч. И 16.00 ч., За да се осигурят ортове от 5% до 10% от общата предоставена дажба. Поради това, че количеството екстракт, доставен на животните, е малко, след което се добавя помощно вещество (царевично брашно) с екстракт, наречен LLOS, за да се добави обем, за да се улесни храненето на животните. Дневните количества еквиваленти на флавоноиден хризин, предоставени на животните (чрез продуктите LLOS), са 0,272 mg/g до LLO B3 +, 0,092 mg/g до LLOS C1 и 0,184 mg/g до LLOS C1 +. Аликвотна част (пет грама) LLOS се претегля в хигроскопична хартия и се добавят две интра-руменни дози дневно веднага след хранене. За определяне на ежедневното фекално сухо вещество се осигуряват по пет грама хром (III) оксид (Cr2O3) за всяко време на хранене.

Общият експеримент се състои от четири периода, всеки експериментален период е с продължителност 29 дни: 14 дни за адаптиране на животните, 8 дни вземане на проби и 7 дни период на измиване. Воловете се претеглят в началото и в края на всеки период на вземане на проби. Проби от орти се събират в 8.00 ч. И фекалии (200 g) се събират директно от ректума в 8.00 ч. И 16.00 ч. От ден 1-ви до ден 5-ти от всеки период на събиране. Фекалиите и ортовете бяха замразени за последващ анализ.

Степента на разреждане на румена се оценява на 6-ия ден от вземането на проби; 30 g Co-EDTA се разреждат в 500 ml дестилирана вода и се инжектират в рубец преди първото хранене (Uden и др., 1980). Румен флуид (100 ml) се събира от различни региони на търбуха чрез канюла на търбуха. Времето за измерване беше в 0,00, 2,00, 4,00, 6,00, 8,00, 10,00, 12,00, 14,00, 16,00 и 24,00 ч след сутрешното хранене. PH на румена се измерва непосредствено след вземане на проби от течност от рубци при 0,00, 2,00, 4,00, 6,00 и 8,00 часа. Събрани са общо 50 ml течност от рубци и са измерени за концентрация на Co; 25 ml бяха подкиселени с 0,5 ml сярна киселина 1: 1 за измерване на концентрацията на N-NH3; и други 25 ml течност от рубци се подкисляват с 6,2 ml метафосфорна киселина (25%), за да се определят концентрациите на късоверижни мастни киселини. Пробите от румен флуид бяха етикетирани и съхранявани в найлонови торби при -20 ° C.

За да се определи микробното производство на рубци, проби от урина се събират по време на спонтанно уриниране на 6-ия ден от периода на събиране, приблизително четири часа след хранене. Пробите се филтрират с помощта на филтърна хартия. За да се предотврати унищожаването на пуриновото производно на румена (PD) поради утаяване на пикочна киселина, 15 ml аликвотна част от урината се разрежда в 135 ml 0,036 N сярна киселина (H2SO4) и пробите се маркират и съхраняват при 5 ° С за последващ анализ. За определяне на стомашно-чревния обем на твърдата кинетика и обема на течността в червеца съдържанието на червея се евакуира на 7-ми и 8-ми дни от периода на събиране. Евакуацията на румен е започнала 4,00 часа след първото хранене и един час преди второто хранене (Huhtanen и др., 2007). Общото съдържание на рубци беше пресовано ръчно, твърдите и течните части бяха разделени и измерени. Събират се пропорционални (w/w) твърди и течни проби (2,0 kg) за определяне на процента DM на рубеца. Пробите се сушат при 55 ° С и се смесват за анализ. Евакуация на румена, пресоване на проби от рубци и връщане на останалото съдържание бяха приблизително 20 минути.

Фуражите, ортовете и изпражненията за всяко животно/период/диета се сушат при 55 ° С в продължение на 72 часа и се смилат индивидуално (1 mm). Концентрацията на хром във фекалиите се определя чрез атомно-абсорбционна спектрометрия след нитроперхлорно разлагане (Kimura и Miller, 1957). Пробите от румен флуид се филтрират, за да се определи концентрацията на амоняк (Preston, 1995). За да се определи SCFA, пробите се центрофугират при 14.000 xG (4 ° C) в продължение на 40 минути. След това се провежда анализ съгласно Palmiquist и Conrad (1971), като се използва хроматография с течно-газов (Hewlett Packard 5890 Series II GC), свързана с интегратор (Hewlett Packard 6890 Series Injector). Отчитането на хроматографската проба се обработва със 100 L 2-метилмаслена киселина, постепенно добавена във всяка епруветка с 800 L проба. За калибриране и идентифициране на пикове са използвани стандартни смеси от 76 късоверижни мастни киселини с известна концентрация.

За да се определи концентрацията на Co, пробите от течност от рубци се размразяват, центрофугират при 3700 xG в продължение на 30 минути и се измерват с помощта на атомно-абсорбционна спектрометрия (Uden и др., 1980). Използван е едноразделен експоненциален модел от Hungate (1966) и Colucci (1984), коригиран скорост на преминаване на течността и криви на концентрация на кобалт, както следва: YCo = A x e (-kl.t); Където YCo = концентрация във времето индикатор t; A = равновесие на концентрацията на Co; kl = скорост на преминаване или разреждане на Co; и t = време за проба. Динамиката на течната фаза се изчислява според Colucci и др. (1990): Време на задържане на румен флуид (h) (TeR) = 1/скорост на преминаване на течности (% h) (klCo); обем на течността на румен (L) (RLV) = осигурено количество Co (mg)/A; Скорост на флуидна течност (RFR) (L/h) (TxF) = klCo x RLV и скорост на рециклиране (TRec) на течната фаза на червея са изчислени според Maeng and Baldwin (1976): В това уравнение TRec (брой пъти/ден ) = 24h/TeR.

Твърдият кинетичен параметър на стомашно-чревния тракт е оценен с помощта на Робинсън и др. (1987) изчисление, като: скорост на поглъщане/ден [ki = (поглъщане на хранителни вещества/хранителен фонд на търбуха) * 100]; скорост на преминаване/ден [kp = (фекална екскреция на хранителни вещества/хранителен фонд на търбуха) * 100]; скорост на храносмилане/ден [ks = ki - kp]; Процент на изчезване на твърди вещества/ден = [kd = ki + Kp]; и Време на задържане на твърдите вещества (часове) = [Rt = 100/Kt].

За получаване на концентрация на PD от урината се извършва анализ на алантоин, използвайки методологията Chen and Gomes (1992). Креатинът и пикочната киселина бяха определени в Диагностичния лабораторен център (CEDLAB, Маринга, щат Парана, Бразилия). Концентрацията на креатинин се изчислява от обема на урината (L), разделен на дневна екскреция на креатинин mmol/kg BW 0,75 на концентрация на креатинин mmol/L. За определяне на дневната екскреция на креатинин (mmol/kg BW 0,75) беше приета стойност 0,44 mmol/kg BW 0,75 според Chen и др. (1996). Микробното производство на азот се изчислява от количествата абсорбция на пурин (X mmol/ден), което се изчислява от екскрецията на PD с урината (Y mmol/ден), изчислено по уравнение, описано от Dipu и др., (2006) за биволи: Y = 0.74X + (0.117 BW 0.75). Стойността 0,74 представлява пурин, който се възстановява от абсорбцията на PD урина и 0,117 mmol/kg телесно тегло 0,75/ден е постоянна стойност, която представлява PD от ендогенния течен принос. Синтезът на микробно азотно съединение на румен (Y g N/ден) се изчислява от съотношението на абсорбция на пурин (X mmol/ден) половината от уравнението, описано от Chen and Gomes (1992): Y = ((X (mmol/ден) x 70) /(0.116 x 0.83 x 1000)). Като се има предвид, че 70 представлява съдържание на пурин N (mg N/mmol); 0,83 микробна смилаемост на пурина и 0,116 представлява общото съотношение на N-пурин: N на микроорганизма в рубца.

Оценката на CP (CPmic) на микроорганизми е получена чрез умножаване на микробния синтез на N с 6.25, докато ефективността на синтеза на микробен протеин се определя като: ECPmic (g/100 g) = CPmic (g)/CTND (100 g), което TNDC = общо хранителна храносмилателна консумация.

Нормите на DM, пепел, CP и етерни екстракти (EE) се определят от AOAC (1990) и OM се получава чрез изваждане на пепелта от DM. Анализът на NDF и ADF се извършва, както е описано от Van Soest и др. (1991). NDF остатъците и неутралният в детергента неразтворим азот (NDIN) се определят по процедура от Licitra и др. (1996). TCHO се определят количествено чрез уравнение: 100 - (% CP +% EE +% пепел). Нивата на невлакнести въглехидрати (NFC) са получени чрез извадени нива на TCHO и NDFCP, NDFCP се състои от клетъчна стена без CP (Sniffen и др., 1992) .

Статистически анализи бяха проведени с програма SAS (2001), дисперсионните анализи бяха изчислени от PROC GLM. Разликата между средствата за лечение беше определена чрез теста на Tukey и 0,05 беше приета като критично ниво на вероятност за грешка тип I.

Използва се статистическият модел: където:

Yijk = наблюдение на ефекта от лечението k, върху период j, върху животно i = обща постоянна променлива

Ai = ефект на животното i; i = 4 животни

Pj = ефект на периода j; j = 4 периода

Tk = ефект от обработката k; k = 4 лечения

eijk = случайна грешка, свързана с всяко наблюдение.

Стойностите на SCFA, рН и N-NH3 са получени чрез разделяне на съотношението проба/време на експерименталните порции. Използван е регресионен анализ за определяне на SCFA, pH и N-NH3, като се има предвид времето след сутрешното хранене (0, 2, 4, 6 и 8 h).

Резултати и дискусия

Не се наблюдава значителна разлика (P> 0,05) за DM и прием на хранителни вещества сред диетите (Таблица 3). Приемът на DM е 1,56%, а приемът на NDF е 0,88% от BW. В този експеримент приемът на DM се счита за посредник спрямо предходни проучвания с подобни биволи. Маеда и др., (2007) наблюдава прием на DM 1,4% BW при биволи, хранени с царевичен силаж с три различни съотношения фураж: концентрат; 77: 23%, 57: 43% 37: 63%. Прадо и др. (2010b) наблюдава прием на DM 1,91% BW с 80: 20% съотношение фураж: концентрат при животни, хранени с царевичен силаж и сено от Tifton. Кутригнели и др., (2007) наблюдава прием на DM 1,28% телесно тегло при биволи, хранени с царевичен силаж и диета със слама от пшеница, 88: 15% фураж: концентрат.