Уршула Долакия

1 Катедра по ветеринарна клинична медицина, Университет на Илинойс в Urbana-Champaign, Urbana, Илинойс, Съединени американски щати

ефекти

Стюарт К. Кларк-Прайс

1 Катедра по ветеринарна клинична медицина, Университет на Илинойс в Urbana-Champaign, Urbana, Илинойс, Съединени американски щати

Стефани С. Дж. Кийтинг

1 Катедра по ветеринарна клинична медицина, Университет на Илинойс в Urbana-Champaign, Urbana, Илинойс, Съединени американски щати

Адам В. Стърн

2 Катедра по патобиология, Университет на Илинойс в Urbana-Champaign, Urbana, Илинойс, Съединени американски щати

Свързани данни

Всички съответни данни са в хартията и нейните поддържащи информационни файлове.

Резюме

Въведение

Анестезията при малки гризачи обикновено се извършва чрез инжектиране на един или смес от парентерални агенти [1–3]. Интраперитонеалният (IP) път на приложение често се използва за лабораторни мишки, когато има невъзможност да се използва инхалационна анестезия за специфични изисквания на изследването, липса на оборудване за инхалационна анестезия или поради технически ограничения на интравенозните или интрамускулните инжекции при малки видове [4 ]. Кетаминът често се комбинира с ксилазин за индуциране и поддържане на анестезия при различни процедури при лабораторни мишки [5]. Въпреки това е забелязана голяма вариабилност в чувствителността към анестезия въз основа на щам, пол и възраст, така че несъответствията в дълбочината на анестезията и/или смъртността при отделните гризачи остават проблем [6–8]. Използването на балансирана анестезия за намаляване на общите дози на всеки отделен агент, за да се минимизират неблагоприятните ефекти, като същевременно се осигурява достатъчно обезболяване, е особено важно за малките гризачи [4]. Многобройни проучвания показват предимства на добавянето на успокоителни и/или аналгетични лекарства за подобряване на качеството или продължителността на анестезията при гризачи [1,4,6,9].

Материали и методи

Животни

Тридесет и шест мъжки CD-1 (ICR) мишки (на възраст 4–6 седмици) бяха придобити от Charles River Laboratories (Wilmington, MA USA). Мишките бяха настанени в съвместими групи в индивидуално проветриви микроизолаторни клетки (Microvent, Allentown Caging Equipment), снабдени със свободен избор на стандартна диета за гризачи (Teklad Rodent Diet 8604, Envigo), бутилирана вода от чешмата, постелки от царевичен кочан и памучен материал за гнездене. Всички мишки бяха претеглени преди експеримента и след това ежедневно през целия период на изследване. Това проучване беше одобрено от институционалния комитет за грижа и употреба на животните от Университета на Илинойс Urbana-Champaign (протокол № 15195) и мишки бяха настанени в акредитираното от университета AAALAC животно съоръжение. Животновъдството, мониторингът на здравето и експерименталните процедури са били в съответствие с препоръките на Ръководството за грижа и употреба на лабораторни животни (NRC, 2011).

Експериментални групи

Мишките бяха разпределени на случаен принцип чрез използване на генератор на случайни числа (random.org) към една от 5 групи: физиологичен разтвор (SA, n = 4); кетамин-ксилазин (KX, n = 8); кетамин-ксилазин-лидокаин 4 mg/kg (KXL4, n = 8); кетамин-ксилазин-лидокаин 8 mg/kg (KXL8, n = 8); кетамин-ксилазин-лидокаин 16 mg/kg (KXL16, n = 8). Две мишки от всяка група бяха евтаназирани на ден 2 след инжектиране, а останалите мишки бяха евтаназирани на ден 11 след инжектиране. Животните са били евтаназирани чрез вдишване на въглероден диоксид съгласно Насоките на Американската ветеринарна медицинска асоциация за евтаназия на животните, 2013 г. Впоследствие е извършена дислокация на маточната шийка, за да се осигури смърт след спиране на дишането. Всички мишки бяха представени за груба аутопсия и хистопатология на гръдни и коремни органи. Определен е минимален размер на пробата от 7 мишки на експериментална група, за да се открие разлика между групите с 60 секундно намаляване във времето до LRR със сигма от 60 и алфа от 0,05 и мощност, зададена на 0,80. Стойността на сигмата е получена от предишно проучване, оценяващо ксилазин-кетаминова анестезия при мишки [24]. За да се осигури статистическа уместност и да се отчете потенциалът за грешка по време на проучването, броят на мишките се е увеличил до 8 на експериментална група.

Анестетично разреждане и приложение

Анестезия и събиране на данни

Мишките се претеглят индивидуално непосредствено преди дозиране. След инжектиране на IP, мишките бяха поставени в чиста, легла клетка. Едновременно с това беше иницииран хронометър за записване на времето до загуба на рефлекса за изправяне (LRR) и всички следващи времеви мерки. След LRR, мишките бяха извадени от клетката и поставени в гръбна легнало положение върху абсорбираща подложка за еднократна употреба, върху термостатично контролирана подложка (Small Animal Heated Pad, H&K) за топлинна поддръжка. Очите бяха смазани с помощта на изкуствен маз за сълзи (Ръгби лаборатории). Отговорът за изтегляне на педала (PWR) се проверява на интервали от една минута, като се използва цифрово налягане върху задните пръсти. Същият изследовател (UD) извърши всички PWR, за да поддържа последователност. Цифровото налягане е избрано пред механичните форцепс, за да се избегне травматично нараняване на пръстите на краката, като целенасоченото отнемане на крайника се счита за положителен отговор. Времето за връщане на правилния рефлекс (RRR) се записва за всяка мишка. Веднъж нащрек и амбулаторни, мишките бяха върнати в домашната си клетка. Всички процедури се проведоха между 0900 и 1200, за да се контролира циркадната вариация.

Проби

В определените експериментални часови точки мишките бяха евтаназирани и незабавно предадени във Ветеринарната диагностична лаборатория към Университета на Илинойс в Urbana-Champaign за изследване на сляпа некропсия и хистопатология. Събраните проби от тъкани се съхраняват в 10% буфериран формалин с време на фиксиране от около 24–72 часа преди обработката. Пробите бяха вградени в парафин и срезове нарязани на 3 μm и оцветени с хематоксилин и еозин (HE).

Статистика

Данните бяха анализирани за нормалност с тест на Колмогоров-Смирнов. Времената до загуба и връщане на правилния рефлекс и продължителността на загубата на PWR бяха анализирани с тест на Kruskall-Wallis и post hoc тест за множество сравнения на Dunn, когато са значими. За анализ на загубата на PWR е използван тест на Cochran-Armitage за тенденция. Процентната промяна в телесното тегло 11 дни след инжектирането се изчислява при всички оцелели мишки като [(тегло в ден 11 - тегло в ден нула)/тегло в ден нула] X 100 и се анализира с ANOVA и post hoc множествен Tukey-Kramer сравнителен тест и се отчита като средна стойност ± SD. За всички анализи беше използвана търговска статистическа програма (InStat®, GraphPad Software, Inc. La Jolla, CA, USA). Стойност P от таблица 1. Мишките във всички анестетични групи загубиха рефлекс на изправяне след инжектиране на IP. Времето до LRR за група KXL16 беше значително по-кратко от групата KX (P = 0,002). Няма статистическа разлика между времето до LRR между други групи. Всички мишки във всички анестетични групи възвърнаха изправящия рефлекс до два часа след инжектирането на IP. Няма статистическа разлика между времето до RRR между групите. Загуба на PWR е настъпила само при 1 от 8 мишки в групата KX (12,5%); при 5 от 8 мишки от групата KXL4 (62,5%); при 4 от 8 мишки в групата KXL8 (50%); и при 6 от 8 мишки в групата KXL16 (75%). Налице е значителна линейна тенденция към загуба на PWR (P = 0,027), тъй като дозата на лидокаин се увеличава. Общата продължителност на загубата на PWR в група KXL16 е значително по-голяма от групата KX (P = 0,027). Няма статистическа разлика в продължителността на загубата на PWR между други групи. Освен това само мишки от група KXL16 поддържат постоянна загуба на PWR в продължение на последователни минути, докато мишките от други групи демонстрират периодична загуба и връщане на PWR.

маса 1

KXKXL4KXL8KXL16
LRR (секунди)107 (91–298)101 (85–162)102 (88–141)78 (62–104) а
RRR (минути)47 (36–67)53 (31–68)41 (32–54)42 (37–49)
TDI (минути)39 (30–53)41 (26–47)27 (21–45)32 (28–38)
Загуба на PWR (минути)9 (9)6 (1–13)11 (1–17)16.50 (11–30) a
Брой мишки, загубили PWR в група (%)1/8 (12,5)5/8 (62,5)4/8 (50)6/8 (75)

KX, кетамин (95 mg/kg) -ксилазин (7 mg/kg), KXL4, кетамин-ксилазин-лидокаин (4 mg/kg), KXL8, кетамин-ксилазазин-лидокаин (8 mg/kg), KXL16, кетамин- ксилазин-лидокаин (16 mg/kg), LRR, загуба на десен рефлекс, RRR, връщане на десния рефлекс, TDI, обща продължителност на обездвижване, PWR, реакция на оттегляне на педала.

KX, кетамин (95 mg/kg) -ксилазин (7 mg/kg), KXL4, кетамин-ксилазин-лидокаин (4 mg/kg), KXL8, кетамин-ксилазазин-лидокаин (8 mg/kg), KXL16, кетамин- ксилазин-лидокаин (16 mg/kg).

a Показва значителна разлика (P b Показва значителна разлика (P (35K, xlsx)

Отчет за финансиране

Авторът (ите) не е получил конкретно финансиране за това произведение.

Наличност на данни

Всички съответни данни са в хартията и нейните поддържащи информационни файлове.